作者：Kathryn A. Seabaugh¹, Myra F. Barrett¹, Sangeeta Rao², C. Wayne McIlwraith¹ and David D. Frisbie¹*
摘要
骨关节炎（OA）是马中常见的问题，已有多种口服补充剂被提出用于马 OA 的治疗。本研究旨在评估侧柏（
Biota orientalis，以下简称 BO）种子油提取物对实验诱导马 OA 的治疗效果。
实验于第 0 天在一侧腕中关节诱导 OA，另一侧进行假手术。自第 0 天起，每日给马口服 BO 或安慰剂，持续至第 70 天。所有马自第 14 天至第 70 天每周运动 5 天。每 2 周对马进行跛行评估、血清糖胺聚糖（GAG）浓度检测及滑液分析；于第 7 天和第 70 天进行磁共振成像（MRI）检查；于第 0、14、70 天进行影像学评估。第 70 天处死动物后，对腕中关节进行大体和组织学评估。比较各治疗组的所有结局指标，以明确治疗效果。
与安慰剂组相比，BO 处理组马的滑液前列腺素 E₂（PGE₂）浓度和白细胞计数显著降低；桡腕骨软骨下骨溶解、骨赘形成、桡腕骨软骨下硬化的影像学评分及总影像学评分显著降低。两组在临床跛行表现、MRI 结果、大体分级或组织学分级方面无显著差异。本研究表明，口服 BO 在临床 OA 模型中具有显著的抗炎作用。
关键词：马；骨关节炎；关节；前列腺素 E₂（PGE₂）；口服关节补充剂
引言
创伤后骨关节炎（PTOA）是马不适和运动性能下降的常见原因，也是马跛行最常见、经济影响最显著的病因之一（1, 2）。据近期估计，美国每年受 OA 影响的马近 300 万匹（1, 3）。PTOA 的持续进展会导致马匹衰弱，生活质量下降。早期治疗或有助于减缓 PTOA 进展，延长马的运动生涯与伴侣寿命。目前尚无治愈 PTOA 的方法，因此预防措施备受关注。
口服补充剂在马医学中的应用正快速增长，已发展为价值数百万美元的全球产业（4）。2017 年一项调查显示，30% 以上的马主每月为马匹补充剂花费超过 60 美元（4）。多项研究证实口服关节补充剂是马中最常用的补充剂之一（2, 5, 6）。制造商宣称这类产品可支持关节健康，使关节软骨更不易退化。一种马用口服关节补充剂（Sasha’s Blend 或 4CYTE™ Equine Granules，Interpath Global Ballarat, Australia）含有侧柏（Biota orientalis，又名侧柏、Thuja orientalis）种子油提取物，此前的体内外研究已证实其应用前景（7, 8）。侧柏籽油可降低大鼠肝脏磷脂酰胆碱释放花生四烯酸（9）；体外研究显示，侧柏籽油可降低猪软骨外植体模型中 PGE₂的生成（7）；在马腕中关节急性滑膜炎模型中，喂食含侧柏的营养保健品的马，未出现滑膜炎后常见的滑液 PGE₂和 GAG 升高（5）。临床中，侧柏作为单一成分已在自然发生 OA 的犬中进行评估（10），这些研究显示，治疗 28 天后马的跛行评估结果显著改善（10）。
本研究旨在使用公认的马外科诱导 PTOA 模型，测试侧柏作为单一成分的功效（7）。基于既往研究中侧柏可重复性降低 PGE₂（7, 8）及在其他物种中改善临床结局的结果，我们假设：市售的侧柏口服补充剂（4CYTE Epitalis Forte Gel Horse, Interpath Global Ballarat, Australia）可降低实验诱导 OA 马的滑液 PGE₂浓度，改善临床结局，并延缓疾病进展。
材料与方法
实验动物
本研究共纳入 16 匹马，经机构动物护理与使用委员会批准（方案 18-8072A）。马匹均为夸特马或夸特马杂交种，含公马、母马和去势公马。预实验评估包括跛行检查、健康与运动能力评估、腕关节检查（排除畸形）及腕关节影像学评估。无影像学异常、主观跛行评分≤1/5（0 = 正常步态，5 = 无负重跛行）的马纳入研究。腕关节的影像学检查包括侧位、背掌位、背掌 45° 内侧斜位（DMPLO）、背掌 45° 外侧斜位（DLPMO）及屈曲外侧位。
实验分组与处理
8 匹马被随机分配至 BO 处理组（2.5 mL 液体凝胶悬浮液，含 2.2 mL BO，4CYTE Epitalis Forte Gel Horse, Interpath Global Ballarat, Australia）或安慰剂组（2.5 mL 液体凝胶悬浮液，仅含辅料）。根据第 0 天的跛行检查结果对马匹进行排名，随后交替分配至治疗组。每日口服相同剂量的 BO 或安慰剂，持续整个研究周期（10 周），于第 0 天开始给药。所有马匹在晚间给药，处理组与安慰剂组使用不同颜色编码的注射器给药，直至所有数据分析完成，调查人员才知晓分组情况。
骨关节炎模型的手术诱导
第 0 天，对马匹进行麻醉和常规术前准备，在一侧随机选择的腕中关节诱导 OA。使用先前描述的方法（12），在桡腕骨远端滑膜反折水平制作 8mm 骨软骨碎片，碎片可在关节内活动，骨碎片间隙扩大至 15mm（使用关节镜刨削器），碎片与骨碎屑不取出（12）。对侧腕中关节进行诊断性关节镜检查，确认无显著病变（13）。
术前 5 天，每日给马口服保泰松（2g / 匹，Vetribute, VetOne, Boise, ID, USA），每日早晨给药，避免与晚间的实验处理给药冲突。术中所有马匹按 ACUC 方案静脉给予庆大霉素（6.6mg/kg），术后给予头孢唑林（11.0mg/kg，IV，每 8 小时一次）。关节镜通道用 2-0 尼龙线间断缝合，腕部用绷带常规包扎，每 3-5 天更换一次绷带，术后 14 天拆线。
运动方案
马匹单厩饲养（3.65×3.65m），使用标准化运动方案（14）诱导和进展腕关节 OA。自第 14 天起，在高速跑步机（EquiGym, Lexington, KY, United States）上开始运动，每周 5 天：热身慢走 2 分钟（4.0-5.0m/s），小跑 2 分钟（4.0-5.0m/s），快跑 2 分钟（9.0-10.0m/s），持续至研究结束。
跛行评估
由美国兽医运动医学专科认证医师（KAS）在基线（第 - 7 天）、第 14 天及此后每 2 周对双前肢进行临床跛行检查，所有马匹在跑步机上适应后再进行评估，以消除跑步机对跛行的影响。使用美国马执业者协会（AAEP）跛行分级量表（11）进行主观跛行分级（0 = 正常步态，5 = 无负重跛行）；同时使用惯性传感器系统（Equinosis® Lameness Locator, Columbia, Missouri, United States）进行客观跛行评估，获取前肢的力矢量和。正力矢量表示右前肢跛行，负力矢量表示左前肢跛行，矢量值以毫米位移表示，位移≤8.5mm 视为无临床意义。每次跛行检查时，同时对马进行腕关节屈曲评估，使用主观序数分级（0 = 正常，1 = 轻度，2 = 中度，3 = 重度，4 = 极重度）评估腕关节积液情况。
影像学评估
分别在基线、第 14 天、第 70 天对双腕关节进行 5 个标准体位（侧位、背掌位、背掌 30° 内侧斜位（DMPLO）、背掌 45° 外侧斜位（DLPMO）、屈曲外侧位）的影像学评估。由不知分组情况的美国兽医放射专科认证医师（MBF）对桡腕骨关节背侧关节囊附着点的骨赘（骨赘形成）、桡腕骨软骨下骨溶解、桡腕骨软骨下硬化、第三腕骨软骨下硬化及骨赘形成进行分级。使用先前描述的 0-4 级序数分级量表（14）对每个影像学结局指标进行分级（0 = 无可见异常，1 = 轻度改变，2 = 中度改变，3 = 重度改变，4 = 极重度改变），并基于 5 个影像学结局变量的得分总和计算总影像学评分（Total Rad Score）。
磁共振成像（MRI）
第 7 天麻醉后及第 70 天处死后，对双腕关节进行 MRI 检查。使用 1.0T 四肢扫描仪（ONI, GE, Boston, MA, United States）获取快速自旋回波（FSE）质子密度、短 T1 反转恢复（STIR）、T1 和 T2 加权图像，在矢状面、横断面和冠状面成像。由经验丰富、不知分组情况的美国兽医放射专科认证医师（MBF）对滑液量、滑膜增生、关节囊厚度、关节囊水肿、关节囊纤维化、桡腕骨水肿样信号、桡腕骨硬化及第三腕骨硬化进行主观序数分级（0-4 级），每个 MRI 结局变量的分级标准为：0 = 无可见异常，1 = 轻度改变，2 = 中度改变，3 = 重度改变，4 = 极重度改变。同时基于 8 个 MRI 结局变量的得分总和计算总 MRI 评分。
滑液分析
除第 1 周（第 7 天）外，研究期间每周采集双腕中关节的滑液（SF），终末滑液采集于第 70 天 MRI 检查后。将每个时间点采集的滑液均分至含乙二胺四乙酸（EDTA）的采血管中，立即离心去除血细胞，冷藏并在 12 小时内送至病理实验室分析细胞数和蛋白浓度。剩余滑液置于微量离心管中，-80℃冷冻保存，用于后续 PGE₂和 GAG 浓度分析（18, 19）。
滑液 PGE₂浓度检测
滑液样本经固相萃取处理后，使用商业化酶联免疫吸附试验（ELISA）试剂盒（Enzo Life Sciences, Inc., Farmingdale, NY, United States），采用单克隆抗体定量 PGE₂浓度。干燥的 PGE₂提取物用分析缓冲液复溶，加入包被有山羊抗小鼠 IgG 的复孔板中，孵育 2 小时后加入底物溶液，孵育 45 分钟后用酶标仪（Spectramax, Molecular Devices, San Jose, CA, United States）在 450nm 波长下读取吸光度，根据标准曲线外推计算 PGE₂浓度。
滑液 GAG 浓度检测
取 15μL 滑液加入微量滴定板，加入 185μL 二甲基亚甲基蓝（DMMB）溶液，混合 10 分钟内读取吸光度，使用鲨鱼软骨来源的硫酸软骨素 C 标准品绘制标准曲线，外推计算 GAG 浓度。
血清分析
于第 0、14、28、42、56、70 天采集颈静脉血，室温放置 30 分钟后离心，收集血清置于微量离心管中，-80℃冷冻保存，使用与滑液 GAG 浓度相同的方法检测血清 GAG 浓度。
大体与组织学评估
第 70 天研究结束时，静脉注射戊巴比妥钠（Euthanasia Solution, VetOne, Boise, ID, United States）对马匹实施安乐死。MRI 检查后，立即解剖双腕中关节，对关节进行大体分级（KAS），使用主观序数分级量表评估总侵蚀、总出血、全层和部分厚度侵蚀（0 = 正常，4 = 极重度），记录是否存在骨软骨碎片、滑膜粘连和 kissing lesion（不分级）。评估人员知晓骨软骨碎片的存在情况，但不知分组情况。
大体检查后，采集滑膜和关节软骨样本，中性缓冲 10% 福尔马林固定，进行组织学处理。关节软骨和滑膜切片用苏木精 - 伊红（H&E）染色，软骨样本用 Safranin O 和 Fast Green 染色，以主观评估 GAG 含量。使用改良 Mankin 评分系统（20）对组织学进行分级，一名评估人员对所有切片进行评分。使用二甲基亚甲基蓝（DMMB）法检测软骨样本的 GAG 浓度（12, 21），并进行细胞活力和凋亡分析。
细胞活力与凋亡分析
使用商业化试剂盒（Live/Dead Viability/Cytotoxicity Kit, L3224, Invitrogen, Carlsbad, CA, United States）评估软骨细胞活力，该试剂盒提供双色荧光细胞活力 / 细胞毒性评估：钙黄绿素 AM（Calcein AM）进入活细胞，产生强烈绿色荧光；乙锭同型二聚体 - 1（EthD-1）仅进入死细胞，产生红色荧光。使用专用软件（CellSens Dimension Software, Olympus Corporation, Center Valley, PA, United States）捕获图像并自动计数细胞，计数结果归一化为组织质量。
使用商业化试剂盒（ApopTag Peroxidase In Situ Apoptosis Detection Kit, S7100; Burlington, MA, United States）通过检测 DNA 链断裂和染色质浓缩评估软骨细胞凋亡，由两名独立人员计数凋亡细胞并取平均值。
统计分析
由于每匹马均进行了 OA 和假手术，统计分析采用每次手术侧测量值的差值，以减少数据变异。基线值定义为各变量的基线测量值，后续时间点的观测值减去基线值，计算差值：
\(d_{i,t} = (x_{i,OA,t} - x_{i,sham,t}) - (x_{i,OA,base} - x_{i,sham,base})\)所有结果均以基线差值表示。对于同一匹马多次测量的重复数据（如每 2 周一次的跛行评估），使用线性混合模型分析，将马 ID 设为随机效应，周和治疗组（安慰剂 / BO）设为固定效应。对于仅在终点进行一次观测的数据（如血清 GAG 浓度），使用线性模型分析基线差值。使用卡方检验和 t 检验确定治疗组效应的显著性，p<0.05 视为有统计学意义，未对多重比较进行校正。诊断检查未显示模型假设的严重违反。
结果
实验动物
本研究共纳入 16 匹马，平均年龄 3 岁（2-5 岁），根据牙齿年龄评估。共 6 匹母马和 10 匹去势公马，平均体重 379kg（329-452kg）。随机分组后，BO 处理组含 4 匹母马和 4 匹去势公马，安慰剂组含 4 匹母马和 4 匹去势公马。
临床评估
OA 诱导后，所有马的关节均出现一致的临床变化：关节积液评分和跛行评分均高于假手术关节。研究期间，时间或处理因素对腕中关节积液、主观跛行分级或腕关节屈曲反应无显著影响（p=0.41），原始主观跛行评分的均值见图 2。客观跛行评分的均值见图 3。
滑液分析
BO 处理组马的滑液 PGE₂浓度显著低于安慰剂组（p=0.043，图 4），随机效应模型估计两组差值为 - 67.29pg/mL（SE=31.17，95% CI=(-133.37, -1.21)）。BO 处理组马的滑液白细胞计数显著低于安慰剂组（p=0.005，图 5），随机效应模型估计两组差值为 - 0.3042×10³cells/μL（SE=0.0950，95% CI=(-0.5056, -0.1027)）。滑液总蛋白、PGE₂和白细胞计数的原始数据（均值 ±SEM）见补充表 1。处理因素对滑液 GAG 浓度和滑液总蛋白无显著影响。
血清分析
处理因素对总血清 GAG 浓度无显著影响。
影像学评估
与基线相比，第 2 周和第 10 周时，BO 处理组马的桡腕骨软骨下骨溶解（p=0.019）、骨赘形成（p<0.001）、桡腕骨软骨下硬化（p=0.012）及总影像学评分（p=0.001）显著降低（图 6）。两组在第三腕骨软骨下硬化和关节囊骨赘方面无显著差异，后者仅存在趋势性差异（p=0.054）。影像学参数的均值和方差估计见表 1，原始影像学评分（均值 ±SEM）见补充表 2。
磁共振成像（MRI）
处理因素对 MRI 评分无显著影响。
大体与组织学评估
处理因素对总软骨侵蚀、总滑液出血、全层或部分厚度软骨侵蚀的大体分级无显著影响。处理因素对滑膜或关节软骨的组织学评估无显著影响，对关节软骨的 GAG 浓度、细胞活力染色的活细胞百分比及软骨内凋亡细胞数无显著影响。
讨论
在本体内 OA 模型中，口服 BO 表现出显著的抗炎和疾病修饰效应，最相关的发现是滑液 PGE₂浓度降低及 OA 影像学征象减少。
滑液 PGE₂浓度是关节炎症的常用评估指标，本 OA 运动模型中，滑液 PGE₂浓度持续升高（22），运动组马的滑液 PGE₂浓度显著高于非运动组（23）。此外，自然发生 OA 的马（24）和跛行马（25）的滑液 PGE₂浓度也会升高，犬中亦然（26）。本研究中，BO 处理组滑液 PGE₂浓度的降低表明其具有显著的抗炎作用。
滑液白细胞计数是炎症的常用指标，马滑液中白细胞计数 < 1.0×10³cells/μL 视为正常（27）。安慰剂组 OA 关节第 70 天的平均白细胞计数为 1.20×10³cells/μL，未超过 1.0×10³cells/μL，但 BO 处理组马的白细胞计数显著降低，这种低白细胞计数可能与 BO 的额外抗炎效应相关。
影像学改变是 OA 的重要标志，在本模型中，早期细微改变常见，因此影像学对疾病修饰的敏感性较低，但本研究中 BO 处理组的 4 个影像学参数出现显著降低。终点时，BO 处理组马的总影像学评分比安慰剂组低 63%（2.38 vs 6.37），这些影像学结局指标的改善是本模型多次迭代中最具说服力的发现之一，表明 BO 治疗具有显著的疾病修饰效应。
MRI 是一种极具价值的影像学方法，本研究中 MRI 结果无显著差异，作者认为有三个潜在原因：①基线 MRI 检查时间为第 7 天，OA 诱导后第 7 天关节已出现显著改变，无法提供真正的基线；②MRI 的高敏感性可能导致伪影，影响骨赘和软骨下硬化的检测；③MRI 对软骨下骨溶解的细微改变敏感性低，难以区分不同处理组的变化。因此，尽管 MRI 能提供更详细的信息，但在本研究中其在检测治疗组差异方面存在局限性。
本研究的另一个局限性是第 0 天即开始治疗，无法根据 OA 诱导后的跛行评分分组，无法区分基线、OA 诱导和治疗的效应。但基于该模型（22）的预期预防性临床治疗方案，仍选择第 0 天开始治疗。
此外，本研究的局限性是使用了单一（但独立）的评估人员进行临床检查、大体检查、影像学和 MRI 分级，该模型已建立，评估人员均有丰富经验，但未对这些评估的重复性和再现性进行评估。作者认为，由于评估人员参与了多项研究，其临床经验保证了评估的观察者内重复性较高。
侧柏的专有提取物已在多种模型中进行评估（7-10, 29），本研究结果与既往研究中侧柏的有益结果一致，增强了其可信度。侧柏是一种高生物利用度的脂肪酸，其影响炎症的机制多样，对 PGE₂的影响机制尚未明确，既往研究表明其可能通过影响花生四烯酸释放发挥作用，因为 PGE₂通过花生四烯酸氧化途径释放（9）。
本研究中，作者假设侧柏作为单一成分，可降低滑液 PGE₂浓度和白细胞计数，发挥抗炎作用，这一假设得到了证实。BO 作为专有油提取物，在该马体内 OA 模型中显示出一致的抗炎效应，与该模型中评估的其他治疗方案相比，其治疗效果更显著，表明其治疗潜力优于其他肠外和口服产品。这与既往体外研究结果一致，支持其作为预防性疗法减缓马 OA 进展的应用价值。
参考文献
McIlwraith CW. Traumatic arthritis and posttraumatic osteoarthritis in the horse. In: McIlwraith W, Frisbie DD, Kawcak CE, van Weeren PR, editors. Joint Disease Horse. Orlando, FL: Elsevier (2016). p. 33–48. doi: 10.1016/B978-1-4557-5969-9.00003-6
Oke SL, McIlwraith CW. Review of the economic impact of osteoarthritis and oral joint-health supplements in horses. Proc AAEP Annu Conf. (2010) 56:12-8.
Caron JP, Genovese RL. Principles and practices of joint disease treatment. In: Ross MW, Dyson SJ, editors. Diagnosis and Management of Lameness in the Horse. Orlando, FL: Elsevier (2003). p. 746-64.
Sankaranarayana A. Nutraceuticals in equine medicine. In: Gupta RC, Srivastava A, Lall R, editors. Nutraceuticals in Veterinary Medicine. Cham: Springer International Publishing (2019). p. 649-55. doi: 10.1007/978-3-030-04624-8_45
Swirsky N, Spooner HS, Hoffman RM. Supplement use and perceptions: a study of US horse owners. J Equine Vet Sci. (2017) 59:34-9. doi: 10.1016/j.jevs.2017.08.021
Burk A, Williams C. Feeding management practices and supplement use in top-level event horses. Comp Exerc Physiol. (2008) 5:85-93. doi: 10.1017/S1478061508062786
Pearson W, Orth MW, Karrow NA, Lindinger MI. Effects of simulated digests of Biota orientalis and a dietary nutraceutical on interleukin-1- induced inflammatory responses in cartilage explants. Am J Vet Res. (2008) 69:1560-8. doi: 10.2460/ajvr.69.12.1560
Pearson W, Orth MW, Lindinger MI. Evaluation of inflammatory responses following intra-articular injection of interleukin-1 in horses receiving a dietary nutraceutical and assessment of clinical effects of long-term nutritional administration. Am J Vet Res. (2009) 70:848-61. doi: 10.2460/ajvr.70.7.848
Ikeda I, Oka T, Koba K, Kawak K, Lie Kje IM. 5c,11c,14c-eicosatrienoic acid and 5c,11c,14c,17c-eicosatetraenoic acid of Biota orientalis seed oil affect lipid metabolism in the rat. Lipids. (1992) 27:500-4. doi: 10.1007/BF02536130
Betts T, Munn R, Bausquier S, Mitchell P, Whittem T. A pilot study of 4CYTE™ Epitalis® forte, a novel nutraceutical, in the management of naturally occurring osteoarthritis in dogs. Am J Vet Res. (2020) 5:1. doi: 10.1111/avj.13024
Kester W. Definition and Classification of Lameness. Guide for Veterinary Services and Judging of Equestrian Events (1991). p. 19.
Frisbie DD, Ghivizzani SC, Robbins PD, Evans CH, McIlwraith CW. Treatment of experimental equine osteoarthritis by in vivo delivery of the equine interleukin-1 receptor antagonist. Gene Ther. (2002) 9:12-20. doi: 10.1038/sj.gt.330168
Frisbie DD, Kawcak CE, Trotter GW, Powers BE, Walton RM, McIlwraith CW. Effects of triamcinolone acetonide on an in vivo equine osteochondral fragment exercise model. Equine Vet J. (1997) 29:349-59. doi: 10.1111/j.2042-3306.1997.tb03138.x
King MR, Hausler KK, Kawcak CE, McIlwraith CW, Reiser R, Frisbie DD, et al. Biomechanical and histologic evaluation of the effects of underwater treadmill exercise on horses with experimentally induced osteoarthritis of the middle carpal joint. Am J Vet Res. (2017) 78:558-558. doi: 10.2460/ajvr.78.5.558
15 Donnell JR, Frisbie DD, King MR, Goodrich LR, Hausler KK. Comparison of subjective lameness evaluation, force platforms and an inertial sensor system to identify mild lameness in a single equine osteoarthritis model. Vet J. (2015) 206:136-42. doi: 10.1016/j.tvjl.2015.08.004
Frisbie DD, McIlwraith CW, Werpy NM. Efficacy of intravenous administration of hyaluronan, sodium chondroitin sulfate, and N-acetyl-d-glucosamine for prevention or treatment of osteoarthritis in horses. Am J Vet Res. (2016) 77:1064-70. doi: 10.2460/ajvr.77.10.1064
Zanoto GM, Liesbény P, Barrett M, Zlotnick H, Frank E, Grodzinsky AJ, et al. Microfracture augmentation with trypsin pretreatment and growth factor-functionalized self-assembling peptide hydrogel scaffold in an equine model. Am J Sports Med. (2021) 49:2498-508. doi: 10.1177/03635465211021798
Carroll G. Spectrophotometric measurement of proteoglycans in osteoarthritic synovial fluid. Ann Rheum Dis. (1987) 46:375-9. doi: 10.1136/ard.1987.46.5.375
Frisbie DD, Kawcak CE, Werpy NM, Park RD, McIlwraith CW. Clinical, biochemical, and histologic effects of intra-articular administration of autologous conditioned serum in horses with experimentally induced osteoarthritis. Am J Vet Res. (2007) 68:290-6. doi: 10.2460/ajvr.68.3.290
McIlwraith CW, Frisbie DD, Kawcak CE, Fuller CJ, Hurtig M, Cruz A. The OARSI histopathology initiative - recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the horse. Osteoarthritis Cartilage. (2010) 18:S93-105. doi: 10.1016/j.joca.2010.05.031
Kim YJ, Sah RL, Doong JY, Grodzinsky AJ. Fluorometric assay of DNA in cartilage explants using Hoechst 33258. Anal Biochem. (1988) 174:168-76. doi: 10.1016/0003-2697(88)90532-5
Kawcak CE, Frisbie DD, McIlwraith CW, Werpy NM, Park RD. Evaluation of avocado and soybean unsaponifiable extracts for treatment of horses with experimentally induced osteoarthritis. Am J Vet Res. (2007) 68:598-604. doi: 10.2460/ajvr.68.6.598
Frisbie DD, Al-Sobayil F, Billinghurst RC, Kawcak CE, McIlwraith CW. Changes in synovial fluid and serum biomarkers with exercise and early osteoarthritis in horses. Osteoarthritis Cartilage. (2008) 16:1196-204. doi: 10.1016/j.joca.2008.03.008
Kirker-Head CA, Fyvie D, Agarwal R, Morris EA, Tidwell A, O'Callaghan D. Correlation of prostaglandin E2 and prostaglandin-E(2) in synovial fluid of normal and abnormal joints of horses. Am J Vet Res. (2000) 61:714-8. doi: 10.2460/ajvr.2000.61.7.714
May SA, Hook RE, Peremans KY, Verschooten F, Lees P. Prostaglandin-E(2) in equine joint disease. Vlaams Diergeneeskd Tijdschr. (1994) 63:187-91.
Richardson L, Alexander J, Knight C. A randomised controlled clinical trial of a novel nutraceutical for treatment of osteoarthritis in the dog. J Vet Int Med. (2013) 27:750-1.
Steel CM. Equine synovial fluid analysis. Vet Clin North Am Equine Pract. (2008) 24:437-54. doi: 10.1016/j.cveq.2008.05.004
Temple-Wong MM, Ralegh AR, Frisbie DD, Sah RL, McIlwraith CW. Effects of articular cartilage lubrication with a viscosupplement in vitro and in vivo following osteochondral fractures in horses. Am J Vet Res. (2021) 82:611-8. doi: 10.2460/ajvr.82.8.611
Richards L, Alexander J, Knight C, Tyrell D, Whittem T. A randomised controlled clinical trial of a novel nutraceutical for treatment of osteoarthritis in the dog. J Vet Int Med. (2013) 27:750-1.
Seabaugh KA, Frisbie DD, Barrett MF, McIlwraith CW. Examining the effects of an extract of Biota orientalis in the osteochondral fragment-exercise model of osteoarthritis in the American College of Equine Practitioners. Fort Collins, CO (2020). p. 455.
